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Nº 9 – Año 2020 IDITEC ISSN: 2525-1597

sembradas en superficie en los siguientes medios de cultivo: MRS agar (Britania, Argentina)
suplementado con 0,1 % cicloheximida (Sigma, St. Louis), e incubado por 48 h a 37 °C en microaerofilia
para el recuento de bacterias lácticas, y HyL agar (Britania, Argentina) para recuento de hongos y
levaduras con incubación a 30°C por 5 días en aerobiosis. La acidificación de las masas fue monitoreada
usando un peachímetro (Altronix TPX I, NY, USA).

-Polifenoles totales y determinación de taninos.
El contenido de compuestos fenólicos totales y taninos fue determinado de acuerdo a Makkar y
col. (2007). Los polifenoles fueron extraídos de las masas con 70% metanol y ultrasonido (300 W) por 20
min a temperatura ambiente. Los sobrenadantes reaccionaron con el reactivos de Folin Ciocalteau 1N y
las absorbancias a 725 nm fueron determinadas antes (polifenoles totales) y después del tratamiento de las
mismas con polivinilpolipirrolidona (PVPP) (compuestos fenólicos no-taninos). El reactivo PVPP tiene
alta afinidad por los taninos y su remoción por centrifugación después del tratamiento elimina los taninos
de los extractos. La diferencia entre los valores de fenoles antes y después del tratamiento con PVPP fue
tomada como medida del contenido de taninos en las muestras y expresada en equivalentes de ácido
gálico por 100 gramos de masa (mg GAE/100g).

-Actividad antioxidante
La actividad antioxidante de las muestras se determinó usando el método del radical libre 2,2-
difenil-1-picrilhidracilo (DPPH) según lo descripto por Hung y col. (2009). Brevemente, 0,1 mL de
−5
extracto alcohólico de las masas se mezcló con 3,9 mL de una solución de DPPH en metanol (6 × 10
mol/L), se agitó vigorosamente y se dejó reposar a temperatura ambiente por 20 minutos. La disminución
de la absorbancia de la solución resultante fue determinada a 515 nm. El blanco fue preparado usando 3,9
mL de DPPH y 0,1 mL de metanol y su absorbancia fue medida como t = 0. La actividad antioxidante fue
calculada como: % captura DPPH = (1 − Abs sample t20 / Abs control t0) × 100

-Actividad inhibitoria de tripsina
Se determinó según lo descripto por Sáez y col. (2017). Las muestras fueron preparadas con 1 g
de masa y 50 mL de 0,01 M NaOH mantenidas en agitación por 3 h a temperatura ambiente. El sustrato
sintético BAPNA (N-benzoyl-DL-arginine p-nitroanilide, 0,4 g/L en 0.05M Tris-buffer, pH 8,2) fue
sometido a hidrólisis por la enzima Tripsina (20 mg/L de tripsina tipo III, de pancreas bovino, en HCl
0,001M) para producir el compuesto coloreado (amarillo) p-nitroanilida. El grado de inhibición de la
producción del color por los extractos de las masas en 10 minutos a 37°C fue determinado a 410 nm
usando un espectrofotómetro (Versamax, Molecular Devices, California, USA). La TIA fue expresada en
milligramos de tripsina inhibida/g muestra (mg/g).

-Actividad inhibitoria de α-quimotripsina
En este caso, se determinaron los productos de degradación de la caseína a 280 nm producidos
por una determinada concentración de quimotripsina, en presencia y ausencia de las muestras las cuales
contienen las sustancias inhibidoras (Kakade y col., 1970).

-Actividad inhibidora de α-amilasa
Los inhibidores de α-amilasa fueron determinados a través de la reacción de los azúcares
reductores producidos por la acción de la α-amilasa en presencia y ausencia de las muestras con el ácido
dinitrosalicílico, y su posterior reducción a ácido nitroaminosalicílico, compuesto de color anaranjado que
absorbe a 540 nm. La concentración de hidrolizados del almidón en base a una curva de calibración de
maltosa se usaron para expresar la actividad de inhibidores de α-amilasa (Deshpande y col., 1982).

Propiedades funcionales de las harinas
-Capacidad de absorción de agua y aceite: Se determinó según el método descripto por Beuchat (1977) a
temperatura ambiente (25°C), utilizando 1 g de harina en 10 mL de agua destilada (o aceite neutro) y
agitando en un vortex por 30 segundos. La muestra permaneció en reposo a temperatura ambiente (25 ±
2°C) por 30 min; y seguidamente se centrifugó a 3000 rpm por 30 min. Se midió el volumen del
sobrenadante en una probeta de 10 mL y se expresó el resultado como gramos de agua (o aceite) retenida
por gramo de muestra.

-Capacidad emulsionante: Se determinó según Yasumatsu y col., (1992), para lo cual se mezcló 1 g de
muestra con 20 mL de agua destilada, agitando durante 15 min. Se añadieron 7 mL de aceite neutro,
nuevamente se agitó la mezcla y se centrifugó posteriormente durante 1 hora a 3000 rpm. La emulsión fue

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